Современные технологии микробиологических исследований в офтальмологии. Часть 2
Ключевые слова:
чувствительность к антибиотикам, полимеразная цепная реакция, секвенирование, масс-спектрометрия, антибиотикорезистентностьАннотация
Цель. Осветить современные микробиологические технологии (масс-спектрометрия, полимеразная цепная реакции, секвенирование, лазерное светорассеивание) и методы (фенотипические, генетические, аналитические) для детекции чувствительности к антибиотикам.
Материал и методы. Для выполнения обзора был осуществлен поиск научных публикаций отечественных и зарубежных авторов на ресурсах PubMed, Medline, eLIBRARY c 2008 до 2021 г., посвященных существующим на настоящий момент методам определения чувствительности к антибиотикам с акцентом на офтальмологическую микробиологическую диагностику.
Результаты. Современные технологии позволяют определить наличие резистентности к конкретным препаратам и дополнительно раскрывают ее механизмы, позволяют осуществить прямую детекцию компонентов микроорганизмов, ответственных за потерю чувствительности к антибиотикам.
Заключение. Представленные в обзоре современные микробиологические технологии определения резистентности к антибиотикам позволяют в кратчайшие сроки не только решить клинические задачи терапии конкретных пациентов, но и осуществлять эпидемиологический мониторинг для объяснения механизмов, приводящих к приобретению устойчивости к антибиотикам в популяции на протеомном и геномном уровнях.
Библиографические ссылки
1. Бочарова Ю.А., Чеботарь И.В., Крыжановская О.А., Маянский Н.А. Масс-спектрометрическая оценка карбапенемазной активности Pseudomonas aeruginosa. Клиническая лабораторная диагностика. 2018;63(2): 99–105. [Bocharova YuA, Chebotar IV, Kryzhanovskaya OA, Mayansky NA. Mass spectrometric assessment of carbapenemase activity of Pseudomonas aeruginosa. Clinical laboratory diagnostics. 2018;63(2): 99– 105. (In Russ.)] doi: 10.18821/0869-2084-2018-63-2-99-105
2. Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам. Межрегиональная ассоциация по клинической микробиологии и антимикробной химиотерапии. Клинические рекомендации. М.; 2018. [Determination of the sensitivity of microorganisms to antibacterial drugs. Interregional Association for Clinical Microbiology and Antimicrobial Chemotherapy. Clinical recommendations. M.; 2018. (In Russ.)]
3. European Committee for the Determination of Antimicrobial Sensitivity. Tables of boundary values for the interpretation of MPC values and diameters of growth suppression zones. Version 10.0, 2020. Available from: https://www.eucast.org [Accessed 21st May 2020]
4. Strauss M, Zoabi K, Sagas D, Reznik-Gitlitz B, Colodner R. Evaluation of Bio-Rad® discs for antimicrobial susceptibility testing by disc diffusion and the ADAGIO™ system for the automatic reading and interpretation of results. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2020;39: 375–384. doi: 10.1007/s10096-019-03735-4
5. Idelevich EA, Becker K, Schmitz J, Knaack D, Peters G, Köck R. Evaluation of an automated system for reading and interpreting disk diffusion antimicrobial susceptibility testing of fastidious bacteria. PLoS ONE. 2016;11: e0159183. doi: 10.1371/journal.pone.0159183.
6. Попов Д.А. Сравнительная характеристика современных методов определения продукции карбапенема. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2019;21(2): 125–133. [Popov DA. Comparative characteristics of modern methods for determining carbapenem production. Clinical microbiology and antimicrobial chemotherapy. 2019;21(2): 125–133. (In Russ.)] doi: 10.36488/ cmac.2019.2.125-133
7. Шамина О.В., Крыжановская О.А., Лазарева А.В., Поликарпова С.В., Карасева О.В., Чеботарь И.В., Маянский Н.А. Сравнение методов определения устойчивости к колистину у карбапенемрезистентных штаммов Klebsiella pneumoniae. Клиническая лабораторная диагностика. 2018;63(10): 646–650. [Shamina OV, Kryzhanovskaya OA, Lazareva AV, Polikarpova SV, Karaseva OV, Chebotar IV, Mayansky NA. Comparison of methods for determining colistin resistance in carbapenemresistant strains of Klebsiella pneumoniae. Clinical laboratory diagnostics. 2018;63(10): 646 650. doi: 10.18821/0869-2084-2018-63-10-646-650 (In Russ.)]
8. Боронина Л.Г., Саматова Е.В., Кукушкина М.П., Асновская А.Г., Панова С.А., Устюгова С.С. Поиск рационального алгоритма тестирования карбапенемаз у грамотрицательных бактерий на современном этапе. Проблемы медицинской микробиологии. 2021;23(2): 62. [Boronina LG, Samatova EV, Kukushkina MP, Sosnovskaya AG, Panova SA, Ustyugova SS. Search for a rational algorithm for testing carbapenemases in gram negative bacteria at the present stage. Problems of medical microbiology. 2021;23(2): 62. (In Russ.)]
9. Zwaluw K, Haan A, Pluister GN, et al. The garbapenem inactivation method (CIM), a simple and low-cost alternative for Carba NP test to assess phenotypic Carbapenemase activity in gram negative rods. PLos One. 2015;10(3): е0123690. doi: 10.1371/journal.pone.0123690
10. Nordmann P, Poirel L, Dortet L. Rapid detection of carbapenemaseproducing Enterobacteriaceae. Emerg Infect Dis. 2012;18(9): 1503–1507. doi: 10.3201/eid1809.120355
11. Clinical and laboratory standards institute (CLSI) performance standards for antimicrobial susceptibility testing M100-S27. 2017. Available from: https://clsi.org/media/1469/m100s27_sample.pdf [Accessed 8th May 2020]
12. Winstanley T, Courvalin P. Expert systems in clinicalmicrobiology. Clin Microbiol Rev. 2011;24(3): 515–556.
13. Cayci YT, Ulker KH, Birinci A. Evaluation of three different methods for susceptibility testing of gentamicin in carbapenem resistant Enterobacterales. Infez Med. 2021;29(4): 568–573. doi: 10.53854/liim-2904-10
14. Hernández-Durán M, López-Jácome LE, Colín-Castro CA, et al. Comparison of the microscan walkaway plus and VITEK 2 compact systems for the identification and susceptibility of clinical gram-positive and gramnegative bacteria. Investigación en Discapacidad. 2017;6(3): 105–114.
15. Sparbier K, Schubert S, Weller U, et al. Matrixassisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry-based functional assay for rapid detection of resistance against β-lactam antibiotics. J Clin Microbiol. 2012;50: 927–937.
16. Fontana C, Favaro M, Bossa MC, Minelli S, Altieri A, Pelliccioni M, Falcione F, Traglia Di L, Cicchetti O, Favalli C. Improved diagnosis of central venous catheter-related bloodstream infections using the HB&L UROQUATTRO™ system. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2012;31: 3139–3144.
17. Alonso B, Latorre MK, Cruces R, Ampuero D, Haces L, Martin-Rabadan P, Sanchez-Carrillo S, Rodriguez B, Buza E, Munoz P, Guembe M. Evaluation of the Alfred™ turbidity monitoring system (Alifax®) following sonication in the diagnosis of central venous catheter colonization. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2019;38(9):1737-1742. doi: 10.1007/s10096-019-03606-y.
18. Giordano S, Piccoli E, Brucculeri V, Bernini S. Prospective evaluation of two technologies of rapid phenotypic sensitivity to antimicrobials for the diagnosis of sepsis. Biomed Res Int. 2018;2018: 6976923. doi: 10.1155/2018/6976923
19. Hooff GP, van Kampen JJ, Meesters RJ, et al. Characterization of β-lactamase enzyme activity in bacterial lysates using MALDI-mass spectrometry. J Proteome Res. 2012;11(1): 79–84.
20. Hrabak J, Walkova R, Studentova V. et al. Carbapenemase activity detection by matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry. J Clin Microbiol. 2011;49: 3222–3227.
21. Sparbier K, Lange C, Jung J, Wieser A, Schubert S, Kostrzewa M. MALDI biotyper-based rapid resistance detection by stable-isotope labeling. J Clin Microbiol. 2013;51(11): 3741–3748.
22. Madhava ChE, Gnanamani A, Mandal AB. Identification and discrimination of methicillin resistant staphylococcus aureus strains isolated from burn wound sites using PCR and authentication with MALDITOF MS. Indian J Microbiol. 2012;52(3): 337–345.
23. Jung JS, Eberl T, Sparbier K, Lange C, Kostrzewa M, Schubert S, et al. Rapid detection of antibiotic resistance based on mass spectrometry and stable isotopes. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2014;33(6): 949–955.
24. Griffin PM, Price GR, Schooneveldt JM, Schlebusch S, Tilse MH, Urbanski T, et al. Use of matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry to identify vancomycin-resistant enterococci and investigate the epidemiology of an outbreak. J Clin Microbiol. 2012;50(9): 2918–2931.
25. Nabu S, Lawung R, Isarankura-Na-Ayudhya P, Isarankura-NaAyudhya C, Roytrakul S, Prachayasittikul V. Reference map and comparative proteomic analysis of Neisseria gonorrhoeae displaying high resistance against spectinomycin. J Med Microbiol. 2014;63(3): 371–385.
26. Cai JC, Hu YY, Zhang R, Zhou HW, Chen GX. Detection of OmpK36 porin loss in Klebsiella spp. by matrix-assisted laser desorption ionizationtime of flight mass spectrometry. J Clin Microbiol. 2012;50(6): 2179–2182.
27. Бочарова Ю.А., Чеботарь И.В., Маянский Н.А. Возможности, проблемы и перспективы масс-спектрометрических технологий в медицинской микробиологии (обзор литературы). Клиническая лабораторная диагностика. 2016;61(4). [Bocharova YuA, Chebotar IV, Mayansky NA. Possibilities, problems and prospects of mass spectrometric technologies in medical microbiology (literature review). Clinical laboratory diagnostics. 2016;61(4). (In Russ.)] doi: 10.18821/0869-2084-2016-61-4-249-256
28. Лабораторная диагностика внебольничной пневмонии пневмококковой этиологии. Методические рекомендации 4.2.0114-16. М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии; 2016. [Laboratory diagnostics of community-acquired pneumonia of pneumococcal etiology. Methodological recommendations 4.2.0114-16. Moscow: Federal Center of Hygiene and Epidemiology; 2016. (In Russ.)]
29. Maharana PK, Sharma N, Nagpal R, Jhanji V, Das S, Vajpayee RB. Recent advances in diagnosis and management of mycotic keratitis. Indian J Ophthalmol. 2016;64(5): 346–357. doi: 10.4103/0301-4738.185592
Опубликован
Лицензия
Copyright (c) 2023 ОФТАЛЬМОХИРУРГИЯ
Это произведение доступно по лицензии Creative Commons «Attribution-NonCommercial» («Атрибуция — Некоммерческое использование») 4.0 Всемирная.
